Cut&Tag vs ATAC-seq vs ChIP-seq: Die richtige Methode zur epigenomischen Profilierung wählen

In der epigenetischen Forschung, Cut&Tag, ATAC-seq, und ChIP-seq Es gibt drei grundlegende Technologien, deren Prinzipien, anwendbare Szenarien und Einschränkungen jedoch erheblich variieren. Dieser Artikel vergleicht diese Technologien basierend auf experimentellen Daten und Literatur, wobei der Fokus auf ihren Prinzipien, Vor- und Nachteilen sowie Anwendungsszenarien liegt, um Forschern zu helfen, den besten Ansatz basierend auf ihren Forschungszielen auszuwählen.

Technischer Prinzipienvergleich

1. ATAC-seq

• Prinzip: Nutzt eine hochaktive Tn5-Transposase, um offene Chromatinregionen zu spalten und Sequenzierungsadapter an den Spaltstellen einzufügen, wodurch zugängliche Chromatinfragmente direkt erfasst werden.
• Merkmale:
  • Antikörperfrei: Spiegelt direkt den offenen Zustand der Chromatin wider.
  • Geeignet für Einzelzellen: Benötigt nur so wenige wie 500 Zellen.
• Breiter Dynamikbereich: Kann die Verteilung von Nukleosomen, Bindungsstellen von Transkriptionsfaktoren usw. erkennen.

Schematische Übersicht des ATAC-seq-Protokolls (Grandi FC et al., 2022)

2. ChIP-seq

• Prinzip: Anreicherung von DNA-Fragmenten, die an spezifische Proteine (wie Histonmodifikationen und Transkriptionsfaktoren) gebunden sind, mit Antikörpern und anschließende Verwendung von Sequenzierung zur Lokalisierung der Bindungsstellen.
• Funktionen:
  • Hohe Spezifität: Abhängig von der Antikörperqualität, die eine präzise Zielgerichtetheit auf spezifische Proteine ermöglicht.
  • Breite Ziele: Anwendbar auf Histonmodifikationen (wie H3K4me3), Transkriptionsfaktoren usw.
  • Traditioneller Goldstandard: Langjährige Benchmark-Methode für die epigenetische Forschung.

ChIP-seq Analyse-Workflow (Nakato R et al., 2020)

3. Schneiden & Taggen

• Prinzip: Ein Fusionsprotein, das aus Protein A/G (oder einem Nanobody) und der Tn5-Transposase (pA/G-Tn5) besteht, wird verwendet. Durch seine Protein A/G-Domäne bindet dieses Fusionsprotein an den Fc-Bereich eines ziel-spezifischen Antikörpers und leitet dadurch die Tn5 in die Nähe des an den Antikörper gebundenen Chromatinbereichs, um eine gezielte Spaltung zu erreichen.
• Funktionen:
  • Niedrige Probenanforderungen: Benötigt so wenige wie 100 Zellen oder sogar eine einzelne Zelle.
  • Niedriges Hintergrundrauschen: Keine Quervernetzung oder Immunpräzipitation erforderlich, wodurch unspezifische Signale reduziert werden.
  • Schneller Arbeitsablauf: Experimenteller Zyklus auf 1-2 Tage reduziert.

Das Prinzip von CUT&Tag und CUT&Tag-Varianten (Fu Z et al., 2024)

Vergleich von experimentellen Designs

Vergleich der experimentellen Eingaben und Probenanforderungen

1. ATAC-seq

• Experimentelle Eingabe: Kerne müssen extrahiert werden (frische Proben sind am besten), die benötigte Zellmenge beträgt 5×10³~5×10⁴ Zellen, die Digitonin-Konzentration sollte optimiert werden (z. B. 0,01%–0,05%) abhängig von den Zelltypen. Für empfindliche oder primäre Zellen werden niedrigere Konzentrationen (z. B. 0,01%) empfohlen, um eine lysierende Wirkung auf den Zellkern zu vermeiden.
• Schlüssel Schritte:
  • Nukleare Isolation → Tn5 Transposase-Spaltung von offener Chromatin → Einfügung von Sequenzierungsadaptern → PCR-Amplifikation und Bibliothekskonstruktion.
• Einschränkungen: Erfordert frische Proben; wiederholte Gefrier-Tau-Zyklen können die Nucleosomenstruktur leicht beschädigen.

2. ChIP-seq

• Experimentelle Eingabe: Erfordert 10⁵~10⁷ Zellen, erfordert Formaldehyd-Quervernetzung zur Fixierung (stört die dynamische Bindung von Protein-DNA), komplexe Probenverarbeitung.
• Schlüsselschritte:
  • Kreuzvernetzung → Sonikation → Antikörperanreicherung → Entfernung der Kreuzvernetzung → Bibliothekskonstruktion.
• Einschränkungen: Zielmoleküle mit niedriger Häufigkeit (wie seltene Transkriptionsfaktoren) werden leicht übersehen; die Qualität der Antikörper hat direkten Einfluss auf die Ergebnisse.

3. Schneiden & Taggen

• Experimenteller Input: Nur 100 Zellen erforderlich (Einzelzell-Assay ist machbar), keine Quervernetzung erforderlich, direkte Permeabilisierungsbehandlung (z.B. 0,05% Digitonin).
• Schlüsselschritte: Nukleare Bindung an magnetische Perlen → Inkubation mit primären/sekundären Antikörpern → Zielgerichtete Spaltung durch Tn5-Transposase → Direkte Bibliothekskonstruktion.
• Vorteile: Extrem niedrige Probenanforderungen, geeignet für wertvolle Proben (wie embryonale Stammzellen, klinisches Biopsiegewebe).

Vergleich von Zielmolekülen und Auflösung

1. ATAC-seq

• Zielmoleküle: Spiegeln die Chromatinzugänglichkeit wider, einschließlich regulatorischer Elemente wie Promotoren und Enhancer.
• Auflösung: Einzelbasenebene, aber in der tatsächlichen Analyse wird sie in der Verteilung von Nukleosomen oder dem Fußabdruck von Transkriptionsfaktoren (ungefähr 150 bp) gemessen.

2. ChIP-seq

• Zielmoleküle: Histonmodifikationen (z. B. H3K4me3), Bindungsstellen für Transkriptionsfaktoren usw.
• Auflösung: 100-200 bp, abhängig von der Antikörperspezifität; Transkriptionsfaktoren benötigen typischerweise 20M-40M Reads, während breite Histonmarkierungen möglicherweise >50M Reads erfordern.

3. Cut&Tag

• Zielmoleküle: Histonmodifikationen (z. B. H3K4me3), Transkriptionsfaktoren mit niedriger Abundanz (z. B. OCT4).
• Auflösung: 100-500 bp, geringes Hintergrundrauschen, schärfere Signalspitzen.

Vergleich von Zeitaufwand und Arbeitsablauf

Typische Zeitaufteilung

• ATAC-seq: Probenverarbeitung (~2 Tage) → Analyse der Sequenzierungsdaten (~3 Tage).
• ChIP-seq: Quervernetzung und Immunpräzipitation (~2 Tage) → Peak-Identifizierung und differenzielle Analyse (~3 Tage).
• CUT&Tag: Antikörperinkubation (~1 Tag) → Bibliotheksvorbereitung und Sequenzierung (~1 Tag).

Nachgelagerte Analyse und Werkzeugauswahl

1. ATAC-seq

• Häufige Werkzeuge:
  • Peak-Calling: Offene Region (Peak) Calling: MACS2 (unter Verwendung der Parameter --nomodel --shift -75 --extsize 150 zur Korrektur von Tn5-Spaltbias). Nucleosomenpositionierung und globale Chromatinzustandsanalyse: HMMRATAC.
  • Funktionale Annotation: ChIPseeker (Genannotation), Motivanalyse (HOMER).
• Analyseherausforderungen:
  • Identifizierung von Transkriptionsfaktor-Fußabdrücken in nukleosomenfreien Regionen.
  • Die Integrationsanalyse von Einzelzell-Daten ist äußerst komplex und erfordert spezialisierte Arbeitsabläufe für die Einzelzell-ATAC-seq-Analyse (wie Signac, ArchR oder Cicero) oder eine gemeinsame Analyse mit Einzelzell-RNA-seq-Daten (bei der eine cross-modale Integration mithilfe von Tools wie Seurat durchgeführt werden kann).

2. ChIP-seq

• Gemeinsame Werkzeuge:
  • Differenzanalyse: DiffBind (R-Paket), IDR (Reproduzierbarkeitsbewertung).
  • Motivanalyse: MEME Suite, JASPAR-Datenbank.
• Analyse-Herausforderungen:
  • Korrektur des Antikörper-Batch-Effekts (benötigt IgG-Kontrolle).
  • Datenverarbeitung mit niedrigem Signal-Rausch-Verhältnis (erfordert strenge Filterung).

3. Schneiden & Taggen

• Gemeinsame Werkzeuge:
  • Peak-Identifikation: Für Transkriptionsfaktoren und 'schmale' Histonmarkierungen verwenden Sie den Standard- oder schmalen Peak-Modus von MACS2. Für 'breite' Histonmarkierungen (z.B. H3K27me3) muss der breite Peak-Modus (--broad) von MACS2 verwendet werden. Nutzen Sie die hohen Signal-Rausch-Eigenschaften von CUT&Tag, kann auch SEACR ausgewählt werden (insbesondere geeignet zum Setzen von Schwellenwerten, wenn Kontrollproben nicht verfügbar sind).
  • Multi-Omics-Integration: WGCNA (Co-Expressionsnetzwerk), SCENIC (Regulatorisches Netzwerk auf Einzelzellebene).
• Analytische Herausforderungen:
  • Dimensionsreduktion von Einzelzell-Daten (UMAP/t-SNE).
  • Bei der Durchführung von Peak-Calling mit MACS2 müssen die Parameter --shift -75 --extsize 150 verwendet werden, um den Schnittversatz der Tn5-Transposase auf doppelsträngiger DNA zu korrigieren, wodurch eine genauere Lokalisierung von Proteinbindungsstellen ermöglicht wird.

Vergleich von Vor- und Nachteilen

Auswahl des Anwendungsszenarios

1. Fälle, in denen ATAC-seq bevorzugt wird

• Ziel: Die Verteilung offener Chromatinregionen oder Nukleosomen im gesamten Genom zu untersuchen.
• Beispielanforderungen: Ausreichende Zellanzahl (>1×10⁴), die eine dynamische Untersuchung von Veränderungen des Chromatinzustands erfordert (z. B. Entwicklungsprozesse).
• Fallstudien:
  • Jiang S et al. verwendeten ATAC-seq (Transposase-zugängliche Chromatin-Sequenzierung), RNA-seq (Transkriptom-Sequenzierung) und Einzelzell-Assays an Mausembryonen an den Tagen 7,5 (E7,5) und 13,5 (E13,5), um eine Landschaft der Chromatinzugänglichkeit (d.h. eine Karte offener Chromatinregionen, die räumliche Standorte integriert) mit zellulären räumlichen Informationen in E7,5-Embryonen zu erstellen.
  • Muto Y et al. führten snATAC-seq (Messung der Chromatinzugänglichkeit) und snRNA-seq (Transkriptom-Sequenzierung) an menschlichen Nieren von Erwachsenen durch und erzeugten gepaarte, zelltypspezifische Profile der Chromatinzugänglichkeit und des Transkriptoms. Diese Studie enthüllte die epigenetischen Regulationsmechanismen der Heterogenität von Nierenzellen und zeigte, dass die meisten unterschiedlich zugänglichen Chromatinregionen sich an Promotoren befinden und ein erheblicher Anteil eng mit unterschiedlich exprimierten Genen assoziiert ist (was darauf hindeutet, dass die Öffnung des Chromatins die Genexpression direkt reguliert).
• Einschränkungen: Es kann spezifische Proteinbindungsereignisse nicht unterscheiden.

Fälle, in denen ChIP-Seq bevorzugt wird

• Ziel: Bindungsstellen für spezifische Transkriptionsfaktoren oder Histonmodifikationen zu validieren.
• Beispielbedingungen: Hohe Antikörperqualität (ChIP-Qualität), hohe Zielverfügbarkeit (z.B. H3K4me3).
• Fallstudie:
  • Vonk PJ et al. verwendeten ChIP-Seq, um die Verteilung von Histon H3K4me2 (Marker für transkriptionale Aktivität) während der mononukleären/binukleären Entwicklungsstadien zu bestimmen, und enthüllten die epigenetischen Regulationsmechanismen der Entwicklung von Schizophyllum commune: In den mononukleären/binukleären Stadien wurden 6032 bzw. 5889 H3K4me2-Stellen identifiziert, die alle stark in der Nähe von Genen, die für die Translationseinleitung verantwortlich sind, angereichert waren; die allgemeine epigenetische Landschaft war ähnlich, jedoch wurden 837 unterschiedlich angereicherte Stellen (assoziiert mit 965 Genen) beobachtet, was auf eine stadien-spezifische Regulation hindeutet; im binukleären Stadium wurde eine Anreicherung von H3K4me2 in 6 Genen von Transkriptionsfaktoren beobachtet, wobei die Deletion von fst1 und zfc7 zu einem Entwicklungsstillstand der Fruchtkörper führte (Versagen bei der Bildung reifer Pilze).
  • Mazina MY et al. verwendeten die ChIP-Seq-Technologie, um die Modifikation der RNA-Polymerase II (Pol II) und den transkriptionellen Regulierungskomplex zu analysieren, und enthüllten die stadien-spezifische Regulation des "Pause"-Mechanismus der RNA-Polymerase II während der Drosophila-Embryogenese. Dies deutet darauf hin, dass der "Pause"-Mechanismus der Pol II in der Drosophila-Embryogenese stadien-spezifisch ist: Die Zwischenstufe ist der "Post-Pause"-Zustand (gekennzeichnet durch den Übergang von Ser5P zu Ser2P-Phosphorylierung, wobei Ser2P bereits aktiviert ist), und ein weiterer Prozess ist die klassische Pause in der Nähe des Promotors (gekennzeichnet durch niedrige Ser2P-Spiegel). Dies legt nahe, dass die Zusammensetzung des "Pause"-Komplexes (Phosphorylierungszustand, Bindungsproteine) sich dynamisch mit den Entwicklungsstadien anpasst und eine epigenetische Grundlage für die zeitliche Regulation der Genexpression bietet.
• Einschränkungen: Hochwertige Antikörper sind erforderlich; Zielstrukturen mit geringer Häufigkeit sind anfällig für verpasste Nachweise.

Priorisierung von Cut & Tag in Forschungszielen

• Forschungsziele: Geringe Stichprobengröße (<1×10⁴), Einzelzellauflösung, niedrig-abundante Ziele (z. B. niedrig-abundante Transkriptionsfaktoren).
• Beispielbedingungen: Vermeiden Sie durch Quervernetzung induzierte epigenetische Veränderungen (z. B. primäre Zellen, gefrorenes Gewebe).
• Fallstudie:
  • Bartosovic M nutzte die scCUT&Tag-Technologie an Zehntausenden von Zellen des zentralen Nervensystems von Mäusen, um aktive (H3K4me3, H3K27ac, H3K36me3) und inaktive (H3K27me3) Histonmodifikationen sowie die Einzelzellbesetzung von Transkriptionsfaktoren (OLIG2, RAD21) zu detektieren; wodurch eine hochdurchsatzfähige Einzelzellanalyse von Chromatinmodifikationen im Mausgehirn und der Bindung von Transkriptionsfaktoren erreicht wurde.
  • Die Reprogrammierungseffizienz von iPSCs ist niedrig. Die Überexpression von macroH2A1.1 ist bekannt dafür, die Reprogrammierungseffizienz zu verbessern, aber der Wirkmechanismus von macroH2A1.2 ist unklar. Liorni N et al. verwendeten humane Nabelschnurvenenendothelzellen (HUVECs) als Modell. Am Tag 4 der Reprogrammierung (Höchststand der Überexpression von macroH2A) analysierten sie die Genombelegung, transkriptionalen Effekte und regulatorischen Netzwerke mithilfe von CUT&Tag (Zielgerichtet auf 6-His-markiertes macroH2A1.1/1.2) in Kombination mit RNA-Seq. Ihre Ergebnisse zeigten, dass macroH2A1.1 die Reprogrammierung über neuronale Wege und indirekte Regulation fördert, während macroH2A1.2 einen hemmenden Effekt haben könnte, was entscheidende Beweise für die Optimierung von Strategien zur Generierung von iPSCs liefert.
  • Einschränkungen: Die Optimierung der Aktivitäten von Antikörpern und Transposasen ist erforderlich.

Allgemeine Überlegungen

• Kontrollgruppendesign: ChIP-seq erfordert eine Input-Kontrolle (und optional IgG); CUT&Tag benötigt eine IgG-Kontrolle; ATAC-seq erfordert normalerweise keine traditionelle Eingabekontrolle.
• Datenqualitätskontrolle: Sowohl für ATAC-seq- als auch für CUT&Tag-Daten muss die Qualitätskontrolle die Kontamination mit mitochondrialer DNA (<10%) berücksichtigen. Sie verwenden jedoch unterschiedliche Metriken: ATAC-seq nutzt den TSS-Anreicherungswert (>5), um die Effizienz der Erfassung von offenem Chromatin zu bewerten, während für CUT&Tag der FRiP-Wert (>5%) und das Signal-Rausch-Verhältnis als Metriken für die Anreicherungs-Spezifität von Protein-DNA-Interaktionen dienen.

Technische Herausforderungen und Lösungen

1. ATAC-seq

• Herausforderung:
  • Nukleosomeninterferenz führt zu einer Fragmentgrößenverzerrung.
  • Hohe Komplexität bei der Integration von Einzelzell-Daten.
• Lösung: Kombination von ATAC-seq und RNA-Seq für die Multi-Omics-Assoziationsanalyse.

2. ChIP-seq

• Herausforderung:
  • Antikörper-Batch-Effekte beeinflussen die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse.
  • Ein niedriges Signal-Rausch-Verhältnis führt zu falsch positiven Spitzen.
• Lösung: Verwendung von IgG-Kontrollen und Doppelreplikat-Experimenten.

3. Cut & Tag

• Herausforderung:
  • Schwankungen in der Tn5-Transposase-Aktivität beeinflussen die Spalt-Effizienz.
  • Unfähigkeit, die Bindungsstärke von Proteinen direkt zu quantifizieren.
• Lösung: Optimierung der Permeationsbedingungen und Reaktionszeit.

Zusammenfassung und Empfehlungen

• Grundlagenforschung: Für Forschungen, die sich auf die Chromatinzugänglichkeit konzentrieren, ist ATAC-seq die bevorzugte Wahl; zur Überprüfung spezifischer Proteininteraktionen ist ChIP-seq zuverlässiger.
• Klinische Proben oder seltene Zellen: Cut & Tag bietet erhebliche Vorteile aufgrund seiner geringen Probenanforderungen und des schnellen Arbeitsablaufs.
• Multi-Omics-Integration: Um ein umfassendes regulatorisches Netzwerk zu erstellen, das von 'Chromatinzustand' über 'transkriptionale Regulation' bis hin zu 'funktionalem Output' reicht, wird empfohlen, ATAC-seq (Chromatinzugänglichkeit), CUT&Tag/ChIP-seq (Protein-DNA-Interaktionen) und RNA-seq (TranskriptomikDieser Ansatz kann weiter ausgebaut werden, indem Proteomik- oder Phosphoproteomik-Daten für die Analyse von Querverbindungen zwischen den Schichten integriert werden.

Durch die gezielte Auswahl von Technologien können Forscher epigenetische Regulationsmechanismen effizienter aufdecken, was zu Durchbrüchen in der Entwicklungsbiologie, der Krebsmedizin und anderen Bereichen führt.

Die Leute fragen auch

Was ist der Unterschied zwischen Cut&Tag und ATAC-seq?

ATAC-Seq ermöglicht es Forschern, die Standorte von offener Chromatin, Nucleosomen und besetzten Transkriptionsfaktoren mithilfe von adapterbeladenem Tn5 zu erkennen. CUT&Tag zeigt Protein-Chromatin-Interaktionen unter Verwendung eines Zielantikörpers und adapterbeladenem pA-Tn5 auf.

Was ist der Unterschied zwischen Clip-seq und ChIP-seq?

CLIP-seq CLIP-seq und ChIP-seq sind beide Immunpräzipitationstechniken, unterscheiden sich jedoch in der Art des untersuchten Moleküls. CLIP-seq wird verwendet, um RNA-Moleküle zu identifizieren, die an RBPs gebunden sind, während ChIP-seq verwendet wird, um DNA-Sequenzen zu identifizieren, die an DNA-bindende Proteine gebunden sind.

Was ist der Unterschied zwischen ChIP und ChIP-seq?

ChIP ist ein biochemisches Verfahren zur Isolierung von DNA, die an ein spezifisches Protein gebunden ist, während ChIP-seq dies mit Hochdurchsatz-Sequenzierung um die isolierte DNA auf genomweiter Ebene zu analysieren.

Ist Cut-and-Run besser als ChIP-seq?

CUT&RUN ist im Allgemeinen besser für Proben mit niedrigem Input und erzeugt weniger Hintergrundgeräusche, während ChIP-seq robust für Histonmodifikationen und bestimmte Transkriptionsfaktoren bleibt.

Was ist der Unterschied zwischen ChIP-seq und ATAC-seq?

ChIP-seq kartiert genomweite Protein-DNA-Interaktionen, während ATAC-seq Regionen offenen Chromatins nachweist.

Was sind die Vorteile von Atac-Seq?

Im Vergleich zu diesen Methoden verwendet ATAC-Seq ein einfacheres Protokoll, benötigt eine geringere Probenmenge (etwa die Hälfte so vieler Zellen), hat eine hohe Sensitivität und ist daher ein potenziell schnellerer und kostengünstigerer Ansatz.

Was ist der Unterschied zwischen Cut&Run und ATAC-Seq?

ATAC-seq bietet einen genomweiten Überblick über offene Chromatinregionen, die auf potenziell aktive Genregulatoren und TF-Bindungsstellen hinweisen, während CUT&RUN, CUT&Tag und ChIP-seq Antikörper verwenden, die spezifisch für chromatinbindende Proteine sind.

Was sind die Einschränkungen von Cut and Tag?

Die Hauptbeschränkung von CUT&Tag-seq ist die Wahrscheinlichkeit einer Überverdauung der DNA aufgrund einer unangemessenen zeitlichen Abstimmung der Magnesium-abhängigen Tn5-Reaktion. Eine ähnliche Einschränkung besteht bei zeitgenössischen ChIP-Seq-Protokollen, bei denen die enzymatische oder sonikierte DNA-Verdünnung optimiert werden muss.

Referenzen:

1. Grandi FC, Modi H, Kampman L, Corces MR. Chromatinzugänglichkeitsprofilierung durch ATAC-seq. Nat Protoc. 2022 Jun;17(6):1518-1552.
2. Nakato R, Sakata T. Methoden zur ChIP-seq-Analyse: Ein praktischer Workflow und fortgeschrittene Anwendungen. Methoden. 2021 Mär;187:44-53.
3. Fu Z, Jiang S, Sun Y, Zheng S, Zong L, Li P. Cut&Tag: ein leistungsstarkes epigenetisches Werkzeug zur Chromatin-Profilierung. Epigenetik2024 Dez;19(1):2293411.
4. Jiang S, Huang Z, Li Y, Yu C, Yu H, Ke Y, Jiang L, Liu J. Einzelzell-Chromatin-Zugänglichkeit und Transkriptom-Atlas von Mausembryonen. Zellbericht2023 Mar 28;42(3):112210.
5. Muto Y, Wilson PC, Ledru N, Wu H, Dimke H, Waikar SS, Humphreys BD. Die Transkriptions- und Chromatinzugänglichkeitsprofilierung einzelner Zellen definiert die zelluläre Heterogenität in der adulten menschlichen Niere neu.. Nat Commun2021 Apr 13;12(1):2190.
6. Vonk PJ, Ohm RA. H3K4me2 ChIP-Seq zeigt die epigenetische Landschaft während der Pilzbildung und neuartige Entwicklungsregulatoren von Schizophyllum commune.. Wissenschaftliche Berichte2021 Apr 14;11(1):8178.
7. Mazina MY, Kovalenko EV, Evdokimova AA, Erokhin M, Chetverina D, Vorobyeva NE. RNA-Polymerase-II-"Pause" bereitet Promotoren auf bevorstehende Transkription während der Drosophila-Entwicklung vor.. Int J Mol Sci2022, 13. Sep;23(18):10662.
8. Bartosovic M, Kabbe M, Castelo-Branco G. Einzelzell-CUT&Tag profiliert Histonmodifikationen und Transkriptionsfaktoren in komplexen Geweben. Nat Biotechnol. 2021 Jul;39(7):825-835.
9. Liorni N, Napoli A, Castellana S, Giallongo S, Řeháková D, Re OL, Koutná I, Mazza T, Vinciguerra M. Integrative CUT&Tag-RNA-Seq-Analyse der histonvariantenabhängigen MakroH2A1-orchestrierten Reprogrammierung menschlicher induzierter pluripotenter Stammzellen. Epigenomik2023 Sep;15(17):863-877.